5. Контроль качества определения чувствительности

5.2. Контроль качества питательных сред

Контроль роста. Каждая партия плотных питательных сред для определения чувствительности должна проверяться на пригодность для роста тестируемых микроорганизмов. Для этого используют соответствующие контрольные штаммы: Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa, Staphylococcus aureus, Enterococcus faecalis, Streptococcus pneumoniae, Haemophilus influenzae, Neisseria gonorrhoeae. Из суточных культур указанных микроорганизмов готовят микробную взвесь, соответствующую по плотности 0,5 по стандарту МакФарланда (содержащую приблизительно 1,5×10⁸ КОЕ/мл). Из полученной микробной взвеси готовят серию последовательных разведений 1:10. Затем на приготовленные чашки с соответствующим агаром высевают по 0,1 мл взвеси 10^-5, 10^-6, 10^-7 разведений, содержащих соответственно 1×10³, 1×10², 1×10¹ КОЕ/мл. При хороших питательных свойствах среды должен отмечаться рост микроорганизмов из 10^-6, 10^-7 разведений.

Для контроля роста при определении чувствительности методами разведений (в агаре, в жидкой питательной среде) используют чашки с агаром, пробирки с бульоном, или специально выделенные лунки микротитровального планшета, в которые не внесен АБП.

Контроль стерильности. Для контроля стерильности проводят инкубацию при 35 °С в течение 24 или более часов репрезентативного количества чашек с агаром из каждой партии при определении чувствительности ДДМ, чашек с агаром или пробирок с бульоном, не содержащих антибиотиков, при тестировании методом разведений в агаре или макроразведений в бульоне, соответственно. При определении чувствительности методом микроразведений контроль стерильности проводится по специально выделенным для этой цели лункам микротитровального планшета, в которые не вносят растворы антибиотиков и микробную взвесь.

Проверка рН агара. В условиях рутинной работы лаборатории допустимо не контролировать рН приготовленного агара, если результаты тестирования контрольных штаммов находятся в необходимых границах. При возникновении проблем с результатами тестирования контрольных штаммов, особенно к АБП, активность которых может существенно изменяться под влиянием рН питательной среды (аминогликозиды, макролиды, тетрациклины и др.), необходимо провести определение рН среды после автоклавирования, внесения всех необходимых добавок и охлаждения до комнатной температуры (25 °С). Для достоверного определения рН необходимо использовать рН-метр с поверхностно-активным электродом, другие методы определения рН (с помощью лакмусовой бумаги, обычного рН-метра) не должны использоваться, так как не обеспечивают получения достаточно точных результатов. Приемлемый диапазон рН для питательных сред при определении чувствительности 7,2–7,4. При рН среды, выходящей за указанные пределы, возможны существенные отклонения результатов определения чувствительности от должных значений.

Контроль катионного состава. Для получения воспроизводимых результатов определения чувствительности к АБП (особенно к аминогликозидам, фторхинолонам, карбапенемам, тетрациклинам и некоторым другим) питательная среда должна содержать строго стандартизированные концентрации двухвалентных катионов, прежде всего Са²⁺ и Mg²⁺ (Са²⁺ = 20–25 мг/л и Mg²⁺ = 10–12,5 мг/л). Применение метода атомной абсорбционной спектрофотометрии для непосредственной оценки концентрации двухвалентных катионов в среде в повседневной практике мало реально.

О содержании в среде двухвалентных катионов косвенно можно судить по результатам тестирования чувствительности контрольного штамма Pseudomonas aeruginosa к аминогликозидам (диаметр зоны вокруг диска с гентамицином должен быть в пределах 16–21 мм, а МПК гентамицина – в пределах 0,5–2,0 мкг/мл).

Контроль содержания тимина и тимидина. При определении чувствительности к АБП из группы антагонистов фолиевой кислоты (антифолатов) – сульфаниламидов и триметоприма – критически важным показателем является содержание антагонистов действия этих препаратов – тимина и тимидина в питательной среде. Питательные среды для определения чувствительности к сульфаниламидам и триметоприму должны содержать минимальные концентрации тимидина. О пригодности питательной среды для определения чувствительности к антифолатам можно косвенно судить по результатам тестирования контрольного штамма Enterococcus faecalis. Среда считается удовлетворительной по качеству при МПК триметоприма/сульфаметоксазола  в  отношении  E. faecalis <0,5/9,5 мг/л и диаметре зоны подавления роста вокруг диска с этим АБП ≥20 мм.

5.3. Интегральный контроль качества определения чувствительности

Наиболее доступным интегральным методом оценки качества определения чувствительности является сопоставление результатов определения чувствительности (МПК или диаметров зон подавления роста) контрольных (референтных) штаммов микроорганизмов с соответствующими показателями, приведенными в их паспортной характеристике. Тестирование контрольных штаммов проводят в соответствии с описанными выше методами параллельно тестированию клинических изолятов.

Контрольные (референтные) штаммы микроор- ганизмов. В качестве контрольных используют штаммы, отличающиеся генетической стабильностью и хорошо изученными фенотипическими характеристиками, в том числе и уровнем чувствительности к АБП. Если при исследовании чувствительности к АБП контрольных штаммов получены значения МПК или диаметров зон подавления роста, соответствующие паспортным характеристикам этих штаммов, то это свидетельствует о стандартности условий постановки эксперимента. Результаты определения чувствительности клинических изолятов, полученные в этих условиях, следует признать достоверными.

Выбор референтных штаммов для проведения контроля качества тестирования определяется видом исследуемого микроорганизма.

При детекции отдельных механизмов резистентности (бета-лактамазы расширенного спектра – БЛРС, метициллинорезистентности и др.) возникает необходимость использования контрольных штаммов, обладающих указанными механизмами.

Допустимые диапазоны значений МПК и диаметров зон подавления роста для основных контрольных штаммов представлены в табл. 2–5.